Les approches de microscopie avancée telles que la TIRF, la FRAP, la FRET ou la FLIM permettent d’explorer la dynamique et les interactions moléculaires à l’échelle subcellulaire avec une résolution spatiale et temporelle élevée. Complémentaires des techniques de microscopie confocale classiques, elles offrent un accès privilégié à l’étude des membranes, du cytosquelette, de la mobilité des protéines ou encore aux interactions moléculaires au sein des échantillons vivants.
TRI-Genotoul développe ces approches pour répondre à des problématiques biologiques variées. La microscopie TIRF (Total Internal Reflection Fluorescence) permet l’observation sélective des événements se produisant à proximité immédiate de la membrane plasmique grâce à une excitation confinée sur quelques dizaines à centaines de nanomètres. Les techniques de FRAP (Fluorescence Recovery After Photobleaching) permettent quant à elles d’étudier la mobilité et le renouvellement de molécules fluorescentes dans les cellules vivantes. Les approches FRET (Förster Resonance Energy Transfer) et FLIM (Fluorescence Lifetime Imaging Microscopy) donnent accès à l’analyse d’interactions moléculaires et de proximités nanométriques entre protéines marquées par fluorophores, ouvrant la voie à une caractérisation fine des mécanismes cellulaires dynamiques in situ.
Les techniques de FRAP, optogénétique, la photo-activation ou la photo-ablation permettent d’étudier et de manipuler le vivant, afin d’analyser la dynamique cellulaire, l’expression génétique ou le remodelage de structures cellulaires. Les pinces optiques, basées sur l’utilisation de la lumière, offrent quant à elles une manipulation non invasive d’objets cellulaires et permettent de mesurer avec une très grande précision des forces et propriétés physiques à l’échelle nanométrique.
Basées sur l’utilisation de la lumière pour capturer et déplacer des objets, les pinces optiques constituent quant à elles une technique non-invasive permettant de manipuler les organites et de mesurer les forces de tension ou d’adhésion cellulaires. De plus, le système d’interférométrie localise les objets au nanomètre près pour affiner la mesure de leurs propriétés physiques.
Designation
Features
Plateau
Microscope confocal Stellaris WLL
Inverted, thermoregulation & CO2 control
FRAP et FLIM avec laser blanc et multi-photon
IPBS – Rangueil
Microscope multiphoton Stellaris Dive
Droit, thermo-régulation
FRAP et FLIM avec laser multi-photon
IPBS – Rangueil
Microscope confocal monophoton LEICA SP8 SMD
Inversé, module FRAP
FR3450 – Campus INRAE Auzeville
FLIM 2
Streak camera hamamatsu, 20Mhz,
Diodes pulsées picoseconde 403nm (pour excitation monophoton DAPI), 440nm (pour excitation monophoton CFP), 470nm (pour excitation monophoton GFP)
FR3450 – Campus INRAE Auzeville
Spinning Disk FRAP TIRF, GATACA
Inversé, thermorégulation & contrôle CO2, multi-positions & également Spinning Disk
Infinity – CHU Purpan
Confocal TIRF Olympus FV1000
Inversé, thermorégulation & contrôle CO2, FRAP
IPBS – Rangueil
Designation
Features
Plateau
Spinning Disk FRAP TIRF, GATACA
Inversé, thermorégulation & contrôle CO2, multi-positions & également Spinning Disk
Infinity – CHU Purpan
NIKON-TIRF
Inversé, optosplit pour l’imagerie deux couleurs simultanée
CBI/LITC – Campus Paul Sabatier
Designation
Features
Plateau
SPINNING DISK, CSU X1 OPTO
Inverted, thermoregulation and CO2 control, multi-position, IR laser, photoactivation with 458nm laser
CBI / LITC – Campus UT
Spinning Disk FRAP TIRF, GATACA
Monté sur spinning disk inversé, Laser de FRAP à 375nm
Infinity – CHU Purpan
Microscope confocal Stellaris WLL
Inverted, thermoregulation & CO2 control
FRAP et FLIM avec laser blanc et multi-photon
IPBS – Rangueil
Microscope multiphoton Stellaris Dive
Droit, thermo-régulation
FRAP et FLIM avec laser multi-photon
IPBS – Rangueil
FRAP/CONFOCAL
Monté sur microscope confocal inversé, laser de FRAP à 488nm
FRAIB – INRAE Auzeville Campus